O desenvolvimento de métodos confiáveis e padronizados para testar a suscetibilidade de enxames de mosquitos a inseticidas é crucial para a compreensão da eficácia de novos ingredientes ativos ou formulações. Os métodos para testar a suscetibilidade de enxames de mosquitos a inseticidas ou produtos de contato (como os promovidos em programas de saúde pública) são bem estabelecidos e padronizados. No entanto, os métodos de teste para inseticidas voláteis ou em aerossol usados em produtos domésticos são difíceis de implementar com eficácia. Com base nas recomendações da Organização Mundial da Saúde para inseticidas domésticos, desenvolvemos um método padronizado e de alto rendimento para testar produtos em aerossol usando mosquitos em gaiolas e um método eficaz de desinfecção conduzido em uma câmara de teste Peet-Grady (câmara de teste PG). Validamos a eficácia deste novo método usando populações de mosquitos Aedes e Anopheles resistentes e suscetíveis a inseticidas. Uma característica inovadora deste método é a inclusão de uma câmara direcionada às gaiolas de mosquitos, permitindo a avaliação quantitativa em tempo real das taxas de mortalidade dos mosquitos após a exposição ao inseticida. A desinfecção com cotonete remove eficazmente o óleo residual do aerossol contendo piretroide da superfície da câmara de teste, com taxas de mortalidade inferiores a 2% para mosquitos suscetíveis testados diretamente na superfície da câmara. Não foi observada heterogeneidade espacial nas taxas de mortalidade entre os mosquitos enjaulados na câmara de PG. Nosso método de gaiola dupla proporciona uma produtividade oito vezes maior do que o método de voo livre, permitindo o teste simultâneo de diferentes linhagens de mosquitos e a discriminação eficaz entre populações de mosquitos suscetíveis e resistentes testadas em paralelo.
Até o momento, os inseticidas em aerossol têm sido usados principalmente em residências para proteção pessoal, com uso limitado em programas de saúde pública. No entanto, estudos recentes têm demonstrado o uso generalizado de inseticidas domésticos em áreas onde doenças transmitidas por vetores são prevalentes. Seja qual for a motivação, repelir mosquitos ou prevenir doenças, existe uma necessidade urgente de métodos padronizados e fáceis de usar para avaliar a suscetibilidade de populações endêmicas de mosquitos a inseticidas domésticos. Isso é crucial para prever a eficácia dos inseticidas contra vetores locais e para entender como o uso de inseticidas domésticos influencia a seleção evolutiva da resistência a inseticidas.
O Método Suplementar 1 fornece instruções detalhadas, passo a passo, para a realização do nosso programa de testes de inseticidas em aerossol.
Embora as diretrizes da OMS recomendem o uso de nebulizadores automáticos, elas não fornecem especificações técnicas detalhadas. O uso de nebulizadores automáticos é crucial, pois a nebulização manual em câmara de propilenoglicol não só exige muita mão de obra, como também pode causar inconsistências espaciais e variações na duração da nebulização.
A câmara de reação deve ser esterilizada após cada teste, mas o método de limpeza interna recomendado nas diretrizes da OMS envolve a aplicação de água com uma mangueira. Em nosso trabalho diário, esse método é a etapa mais trabalhosa na operação de equipamentos bioanalíticos, por isso desenvolvemos e testamos um procedimento de esterilização baseado em swabs.
As partes removíveis do ventilador são tratadas conforme descrito acima, e as pás e a estrutura do ventilador são limpas com uma esponja embebida em uma solução de Decon 90 a 5%.
Com base na relação entre a duração da pulverização e a taxa de aplicação do produto, nosso dispensador de aerossol também demonstrou boa precisão no controle da dosagem do aerossol, pelo menos na faixa testada de 1 a 4 vezes. Como mostrado na Figura 3b, essa característica é particularmente importante para caracterizar a relação dose-resposta de novas formulações de aerossol ou para determinar a dose de identificação para detecção de resistência a inseticidas.
Demonstramos que nosso protocolo revisado para avaliação de inseticidas aerossóis domésticos, utilizando desinfecção com cotonete, gaiolas duplas, pulverizadores controlados remotamente e registro biométrico por câmeras de ação, é uma alternativa mais eficaz e viável aos protocolos atuais.QUEMRecomendações. O método de desinfecção com cotonete, que requer apenas 20 minutos, economiza significativamente tempo em comparação com o protocolo existente (que normalmente requer uma hora por câmara de teste). Também reduz o tempo que os operadores gastam vestindo equipamentos de proteção individual completos (por exemplo, capacetes respiratórios e roupas de trabalho antiestáticas). Além disso, esse método gera menos líquido e roupas contaminadas para tratamento do que uma limpeza completa da câmara de teste, minimizando assim o potencial de contaminação da sala que abriga a câmara de teste. O método de desinfecção com cotonete também é adequado para a desinfecção de salas de teste semipermanentes que exigemmínimoDisposição de móveis em diferentes layouts de ambientes.
Uma questão fundamental explorada neste estudo e em outros é a padronização das doses de exposição a inseticidas aplicados no ambiente em diferentes protocolos de teste. Como mostrado na Figura 2b, apesar da duração fixa da pulverização, o volume pulverizado variou entre os diferentes tipos de latas de aerossol, refletindo potencialmente diferenças nos processos de fabricação (por exemplo, pressão interna, uso de propelente, estrutura do bico, etc.). Além disso, a atual falta de dispositivos de pulverização remota disponíveis comercialmente com a flexibilidade necessária na duração da pulverização limita seu uso na avaliação da relação dose-resposta para o controle de mosquitos. A pulverização manual através de escotilhas de teste ou escotilhas de acesso (se disponíveis) pode levar a variações nas doses de exposição. De fato, nossos resultados destacam a necessidade e a importância de reduzir essas fontes de variação. Para populações resistentes de Aedes aegypti, observamos uma correlação entre a dose de aerossol e a determinação final de suscetibilidade ou resistência (Figura 3b). Idealmente, as doses de aerossol devem ser padronizadas em gramas de substância aerossolizada, em vez de em duração da aerossolização, para facilitar as comparações entre diferentes estudos.
O RCAD oferece uma abordagem alternativa para pesquisas futuras que minimiza o impacto das variações do processo. Embora tenhamos constatado que a padronização das pulverizações de aerossol não é viável, demonstramos que a massa de aerossol liberada por diferentes latas pode ser estimada de forma reprodutível por meio da calibração do comprimento da pulverização (Figuras 2b, 3a). Essa padronização da concentração de aerossol em qualquer câmara de teste é crucial para melhorar a reprodutibilidade dos resultados.
Com base em nossa experiência e na de outros grupos de pesquisa, as recomendações contidas nas diretrizes atuais sobre o uso de métodos de detecção de aerossóis para testar mosquitos em voo livre apresentam desafios logísticos significativos para estudos em laboratório e em condições de campo. Por exemplo, os métodos de detecção de mosquitos em voo livre têm baixa produtividade (incluindo a recaptura trabalhosa de mosquitos sobreviventes) e sofrem com diversas limitações técnicas, como dificuldades na determinação das taxas de mortalidade em tempo real.
Embora nosso experimento validado com gaiola dupla aborde a questão das limitações de fluxo e seja um método viável para avaliar a suscetibilidade de mosquitos a inseticidas em aerossol, deve-se notar que as taxas de mortalidade dos mosquitos das Ilhas Cayman foram significativamente menores no experimento com gaiola do que no experimento de voo livre (Fig. 5c, Tabela 1). Essa diferença pode refletir uma redução na dose de inseticida dentro da gaiola, já que menos gotículas de aerossol penetram a malha e entram na gaiola. Estudos futuros poderiam utilizar tecidos com malhas maiores e gaiolas com taxas de fluxo de ar mais elevadas (por exemplo, gaiolas cilíndricas) para validar ainda mais os resultados obtidos com os diferentes métodos experimentais.
Data da publicação: 02/02/2026